Effet d’Agaricus blazei Murill sur le tissu pulmonaire d’animaux atteints de diabète induit par la Streptozotocine
Résumé
La présente étude a été conçue pour évaluer le stress oxydatif ainsi que l’effet thérapeutique d’Agaricus blazei Muril (A. Blazei) chez des rats atteints de diabète induit par la streptozotocine. Nous avons utilisé 25 rats Wistar, et le DM a été induit par injection de streptozotocine (70 mg / kg i.p.). Agaricus blazei Muril a été administré quotidiennement à partir de 40 jours après l’apparition de la maladie. A. Blazei a été testé sous forme d’extrait aqueux pour sa composition phytochimique, et son activité antioxydante in vitro a également été évaluée. Les activités de lipoperoxydation (LPO) et de superoxyde dismutase (SOD), de catalase et de glutathion peroxydase ont été mesurées dans le tissu pulmonaire, ainsi que la présence d’oxyde nitrique synthase inductible (iNOS), par immunohistochimie. Une étude anatomopathologique a également été réalisée. Le criblage phytochimique d’A. Blazei a détecté la présence d’alcaloïdes et de saponines. L’extrait a montré une activité antioxydante significative dans les dosages DPPH-scavenging et hipoxanthine/xanthine oxydase. La LPO pulmonaire a augmenté chez les animaux diabétiques (;) par rapport au groupe témoin (), suivie d’une réduction dans le groupe traité par A. Blazei (;). On a constaté une augmentation de l’iNOS dans les poumons chez les rats diabétiques et une diminution dans le groupe traité par A. Blazei. Le tissu pulmonaire chez les rats diabétiques a montré des altérations oxydatives liées au traitement à la streptozotocine. Le traitement A. Blazei a réduit efficacement le stress oxydatif et a contribué à la récupération des tissus.
1. Introduction
Le diabète sucré (DM) est une maladie métabolique endocrinienne d’incidence croissante et de pertinence clinique avec des taux de morbidité et de mortalité élevés. Parmi ses complications chroniques figurent les troubles micro et macro vasculaires liés aux systèmes rénal, cardiovasculaire et nerveux. Cependant, au cours des deux dernières décennies, des modifications de la fonction respiratoire ont également été rapportées dans des études cliniques et expérimentales. Des diminutions de la fonction pulmonaire au fil des ans, liées à la diminution des mesures du volume et de la capacité pulmonaires, ont été mises en évidence chez des patients diabétiques présentant un contrôle métabolique altéré. Des altérations structurelles de la membrane basale de l’endothélium capillaire pulmonaire sont également présentes dans le DM, avec un épaississement de la membrane alvéolaire-capillaire et une réduction de la capacité de diffusion. De plus, les patients diabétiques sont plus sensibles aux infections pulmonaires, en particulier à la tuberculose, qui a une incidence quatre fois plus élevée dans cette population particulière. Bien que toutes ces altérations aient été mises en évidence dans des études cliniques et expérimentales, peu d’études ont étudié les principaux mécanismes physiopathologiques impliquant des complications pulmonaires liées au DM.
Il existe 4 voies associées aux complications chroniques du DM, à savoir la voie du polyol, l’activation de la protéine kinase C (PKC), l’augmentation du débit dans la voie de l’hexosamine et la voie des produits finaux de glycosilation avancés (AGE). Bien que se présentant différemment dans chaque cas, le stress oxydatif (OS) est impliqué dans les quatre voies citées ci-dessus.
Il existe de nombreuses preuves montrant que l’augmentation de l’oxyde nitrique (NO), formée par l’action de l’oxyde nitrique synthase inductible (iNOS) est l’un des facteurs responsables à la fois de la pathogenèse et des complications résultant de la DM. L’utilisation d’antioxydants exogènes peut représenter un grand potentiel thérapeutique pour le traitement du DM
Le basidiomycète Agaricus blazei Murill (A. Blazei), communément appelé « champignon du soleil”, est originaire du Brésil et largement cultivé au Japon en raison de ses propriétés médicinales. Ce champignon est traditionnellement utilisé dans le traitement de l’athérosclérose, de l’hépatite, de l’hyperlipidémie, de la dermatite et du cancer, et il a été démontré qu’il avait des effets immunomodulateurs et antimutagènes in vivo et in vitro. Les polysaccharides α-glycane et β-glycane sont responsables de la fonction de stimulation immunologique et antitumorale.
A. Blazei s’est déjà avéré bénéfique pour la résistance à l’insuline liée au diabète de type 2, mais aucune étude n’a montré le potentiel antioxydant d’A. Blazei in vivo dans le DM. Ainsi, cette étude a été conçue pour évaluer le stress oxydatif ainsi que l’effet thérapeutique d’A. Blazei dans le tissu pulmonaire d’animaux atteints de DM induite par la streptozotocine.
2. Méthodes
2.1. Champignons
Les champignons séchés à l’air de l’espèce Agaricus blazei Murill (type C) ont été un cadeau du Dr Luiz Antônio Graciollo, Département d’ingénierie à l’Université d’État de São Paulo (UNESP), Brésil.
2.2. Préparation de l’Extrait Aqueux d’A. blazei
Des parties séchées à l’air (100 g) ont été broyées et l’extrait aqueux a été préparé par infusion (1/10 champignon/solvant). L’infusion est restée à température ambiante pendant 30 minutes. Après refroidissement et filtration, l’extrait a été congelé et concentré par lyophilisation pendant cinq jours pendant une nuit, afin d’obtenir l’extrait aqueux d’A. blazei.
2.3. Des produits chimiques et réactifs
Le 2,2-Diphénil-1-picrylhidrazyl (DPPH), l’hypoxanthine, la xanthine oxydase, le trolox et l’acide salicylique ont été achetés auprès de Sigma (St. Louis, USA).
2.4. Criblage phytochimique
L’analyse phytochimique (flavonoïdes, tanins, anthraquinones, alcaloïdes, saponines, coumarines et glycosides cardiaques) de A. blazei a été réalisé selon les méthodes décrites par Harborne. Les analyses de chromatographie sur couche mince ont été effectuées en suivant les systèmes et les développeurs indiqués par Wagner et Bladt.
2.5. Dosage de l’Hypoxanthine/Xanthine Oxydase
La méthode utilisée pour doser la capacité de piégeage des radicaux hydroxyles des extraits était basée sur la méthode d’Owen et al. . Brièvement, l’extrait a été dissous dans le tampon de dosage (hypoxanthine, Fe(III), EDTA et acide salicylique) à une concentration de 2,0 mg / mL et dilué de manière appropriée (en triplicate) dans le tampon de dosage jusqu’à un volume final de 1.0 mL donnant une plage de 0,1 à 2,0 mg / mL. Une aliquote de 5 L de xanthine oxydase dissoute dans 3,2 M (NH4) 2SO4 a été ajoutée pour initier la réaction. Les tubes échantillons sont incubés pendant 3 heures à 37°C, moment auquel la réaction est terminée. Une aliquote de 30 L du mélange réactionnel a été analysée par CLHP en utilisant des conditions chromatographiques telles que décrites par Owen et al. . L’analyse chromatographique a été réalisée en utilisant un gradient basé sur le méthanol / eau / acide acétique avec une colonne de phase inverse µBondaPak C18 et une détection à 325 nm. L’équipement HPLC avait un module de séparation 2695 et un détecteur UV 2487. L’hydroxylation de l’acide salicylique et de l’hypoxanthine ont été suivies à A=325 et A =278 nm, respectivement. La quantité de dihydroxyphénols (acide 2,5-dihydroxibenzoïque et acide 2,3-dihydroxibenzoïque) (2,5-DHBA et 2,3-DHBA) produits par attaque du radical hydroxyle (OH•) sur l’acide salicylique a été déterminée à partir de courbes standard préparées avec les dihydroxyphénols purs respectifs.
2.6. Essai de piégeage du DPPH
Le piégeage du radical libre du DPPH a été mesuré à l’aide d’une méthode modifiée décrite par Yamaguchi et al. dans laquelle les différents extraits de plantes méthanoliques ont été ajoutés au tampon Tris–HCl (100 mM), pH 7,0, contenant 250 mm de DPPH dissous dans du méthanol. Au moins six dilutions différentes de chaque extrait ont été testées et laissées à l’abri 20 minutes dans l’obscurité, avant que l’absorbance ne soit mesurée à 517 nm à l’aide d’un spectrophotomètre Shimadzu modèle UV-1602PC (Kyoto, Japon). L’expérience a été menée en trois exemplaires. L’activité antioxydante (AOA) a été exprimée en IC50 (concentration inhibitrice en g/mL d’échantillons ou de témoins positifs nécessaires pour réduire l’absorbance de la DPPH de 50% par rapport au témoin négatif). Plus l’IC50 est bas, plus l’AOA est élevé.
2.7. Animaux et Protocole Expérimental
Le protocole expérimental utilisé était conforme aux normes établies par le Comité de Recherche Éthique et Santé du Groupe de Recherche et d’Études Supérieures de l’Hôpital de Clínicas de Porto Alegre ainsi qu’aux Principes de Recherche sur les Animaux (NAS). Seuls des rats Wistar mâles ont été utilisés, obtenus de la colonie de reproduction de l’Instituto de Ciências Básicas da Saúde da Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS). Le poids moyen des animaux au début de l’étude était de 200 à 300 grammes. Ils ont été maintenus sous un cycle lumière / obscurité de 12h12 (lumière de 7h à 19h) dans un environnement à température contrôlée (22 ± 4 ° C).
Le DM a été induit par une injection unique de streptozotocine i.p. (STZ, Sigma Chemical Company, St. Louis, MO, EUA) à une dose de 70 mg / Kg de poids corporel. STZ a été dissous dans du tampon citrate de sodium (0,1 M, pH 4.5) et administré dans la région abdominale gauche de l’animal environ 10 minutes après la dissolution dans la solution tampon. Les animaux du groupe témoin n’ont reçu que du NaCl à 0,9% i.p. au même volume du tampon utilisé pour dissoudre le STZ. L’extrait d’A. blazei a été dilué à la concentration de 0,1 g/mL (10%) dans une solution d’eau distillée et laissé pendant 2 heures à température ambiante. La voie d’administration était le gavage gastrique avec une solution finale de 2 mL et le traitement a été initié à partir du 40ème jour d’induction du diabète. Les animaux ont été randomisés dans les différents groupes: contrôle (CO), diabétique traité avec NaCl (DM) et diabétique traité avec A. blazei (DM + A. blazei). Des échantillons de sang ont été prélevés sur le plexus rétro-orbital un jour avant l’induction, et 2 et 30 jours après le début de l’expérience. Au terme des 60 jours d’essai, les animaux ont été amenés à l’euthanasie par exsanguination, après avoir été anesthésiés avec de la xilasine et de la kétamine. Le sang du plexus rétro-orbital a été prélevé et le poumon droit a été disséqué et conservé dans du formaldéhyde à 4% pour une analyse histologique. Le poumon gauche a été retiré et congelé à -80°C pour des analyses supplémentaires.
2.8. Analyses sériques
Les échantillons de sang ont été placés dans une éprouvette avec de l’héparine (liquémine) pour éviter la coagulation. Le matériau a ensuite été centrifugé à 1.800 g pendant 15 minutes. Le précipité a été éliminé et le plasma éliminé.
Pour déterminer les niveaux de glucose, de cholestérol et de triglycérides, nous avons utilisé le test enzymatique colorimétrique (Kit Labtest, Bio Diagnóstica) et l’absorbance a été mesurée au spectrophotomètre (CARY 3E – Spectrophotomètre UV-Visible Varian). Les animaux ayant une concentration de glucose supérieure à 250 mg / dL ont été considérés comme diabétiques.
2.9. Analyses biochimiques du Stress Oxydatif et Dosage Antioxydant
Les poumons ont été homogénéisés avec 9 mL de tampon phosphate (KCL 140 mM, phosphate 20 mM, pH 7,4) par gramme de tissu. La concentration en protéines dans ces homogénats pulmonaires a été déterminée à l’aide d’une solution étalon d’albumine bovine selon Lowry et al. .
La lipoperoxydation pulmonaire a été déterminée par la méthode des substances réactives à l’acide thiobarbiturique (TBA-RS).
L’activité de la superoxyde dismutase (SOD) dans le tissu pulmonaire a été déterminée à l’aide d’une technique basée sur l’inhibition de la formation d’adrénochromes dans l’autoxydation de l’épinéphrine. L’activité de la catalase (CAT) dans le tissu pulmonaire a été déterminée comme décrit ailleurs et la détermination de la glutathion peroxydase dépendante du sélénium dans le tissu pulmonaire a été obtenue par une technique consistant à mesurer l’oxydation du NADPH par la glutathion réductase.
2.10. Etude histologique
Pour l’analyse histologique, les échantillons ont été noyés deux fois dans de la paraffine. À l’aide d’un microtome, les blocs de paraffine ont été découpés en sections sériées de 3 m. Dans la phase de coloration, les lames ont été immergées dans l’hématoxyline-éosine et le picrosirius. Dans la phase de déshydratation, les structures sont passées dans trois récipients contenant de l’alcool absolu et deux récipients contenant du xylol. La lecture a été réalisée en microscopie optique (Nikon Labophot) à 100. L’analyse a été réalisée par 2 pathologistes qui ne connaissaient pas les détails de l’étude.
2.11. Détection immunohistochimique des iNOS
Des réactions immunohistochimiques ont été réalisées dans les coupes de tissu pulmonaire par la technique du complexe streptavidine-biotine peroxydase (StreptABC, DAKO). Les lames ont été préalablement enrobées par une solution de silane (APTS, Sigma) diluée dans de l’acétone à 4%. des sections de 3 m d’épaisseur ont été obtenues à l’aide d’un microtome mécanique. Les sections ont ensuite été deparaffinées et immergées successivement dans du xylol et de l’éthanol et soumises à une récupération antigénique par irradiation thermique dans un autocuiseur (Eterna, Nigro) en utilisant du tampon citrate (10 mM, pH 6,0) pendant 15 minutes. Le blocage de la peroxydase a été réalisé à l’aide d’une solution de peroxyde d’hydrogène à 3%, suivi d’une incubation avec un anticorps primaire contre NOS-2 (iNOS, 1:40, Santa Cruz). Les réactions ont été marquées avec une solution de diaminobenzidine (DAB, Sigma) à 60 mg% et contre-colorées avec l’hématoxyline de Harris (Merck). Pour chaque réaction, un témoin positif a été utilisé sur un tissu connu pour être positif pour l’anticorps testé. Deux témoins négatifs ont également été utilisés, le premier par absence de l’anticorps primaire et le second par élimination de l’anticorps secondaire au cours des étapes de réaction. Les cas ont été considérés comme iNOS positifs lorsque la coloration brune d’intensité au moins modérée était visible dans le cytoplasme cellulaire et dans plus de 10% des cellules.
2.12. Analyse statistique
Les données sont présentées sous forme de moyenne ± écart type (SD) et ont été analysées au moyen du logiciel statistique SPSS 15.0. Les variables ont été testées pour la normalité à travers le test de Kolmogorov-Smirnov. L’analyse unidirectionnelle de la variance (ANOVA) a été utilisée pour les différences intergroupes. Le test post hoc de l’étudiant Newman-Keuls a été utilisé pour les variables paramétriques et Kruskal-Wallis pour les variables non paramétriques. Le niveau de signification utilisé était.
3. Résultats
3.1. Analyses phytochimiques
Les analyses phytochimiques d’A. blazei ont révélé la présence de saponines et d’alcaloïdes. D’autres métabolites secondaires tels que les anthraquinones, les glycosides cardiaques, les cumarines, les flavonoïdes, les acides fénoliques et les tanins n’ont pas été détectés.
3.2. Essai in vitro Hypoxanthine/Xanthine Oxydase
L’activité antioxydante in vitro de l’extrait a été déterminée en surveillant la production d’acides hydroxylbenzoïques (DHBA) en tant que produit de l’attaque radicalaire hydroxyle sur l’acide salicylique dans le test hipoxanthine-xanthine oxydase. La réduction des produits d’oxydation totaux en fonction de la concentration d’extrait aqueux d’A. blazei ajouté au test a conduit à une capacité antioxydante in vitro de manière dose-dépendante. L’extrait aqueux d’A. blazei a réduit la formation des deux espèces de DHBA à 45.2% à la concentration la plus élevée utilisée (2 mg /mL). La valeur de la CI50 a été calculée et s’est avérée être de 0,99 mg/mL. Un deuxième type de champignon (Lentinula edodes) pour lequel les auteurs n’ont pas trouvé la présence d’alcaloïdes a été utilisé comme échantillon témoin (CI50 de 1,95 mg /mL). Le Trolox (vitamine E) a été utilisé comme témoin positif et présentait une CI50 de 0,34 mg/mL (figure 1).
Inhibition de la génération d’espèces réactives de l’oxygène par des extraits aqueux de parties aériennes d’Agaricus blazei (), Lentinula edodes () et Trolox, utilisés comme témoin positif () en utilisant l’hypoxanthine/xanthine oxydase système. Les points de données sont présentés comme une moyenne de ± SD, = 3.
3.3. DPPH – Analyse de piégeage
L’effet de piégeage des radicaux libres des deux extraits aqueux d’A. blazei, L. l’extrait aqueux d’edodoes, ainsi que le trolox, comme témoin positif, ont été testés à l’aide du test de piégeage des radicaux libres DPPH. Les valeurs de CI50 pour l’extrait aqueux d’A. blazei et pour l’extrait de L. edodes sont indiquées dans le tableau 1. Les résultats de l’effet piégeur des radicaux libres de trolox (CI50 = 0,02 mg/mL), utilisé comme témoin positif, ont été utilisés pour valider le dosage. Bien que les capacités de piégeage des radicaux libres des extraits soient plus faibles (des concentrations plus élevées sont nécessaires pour réduire l’absorbance de DPPH de 50%) que l’effet du trolox, le A. l’extrait aqueux de blazei (avec la teneur la plus élevée en flavanone) présentait une activité antioxydante prometteuse avec une CI50 de 1,77 mg / mL. L. edodes, en revanche, avait l’activité de piégeage la plus faible (CI50 = 3,22 mg/mL), ce qui est en accord avec l’absence d’alckloïdes chez cette espèce de champignon.
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| Moyenne ± écart type de trois déterminations individuelles. Les résultats étaient basés sur les valeurs mesurées à 20 minutes. Trolox a été utilisé comme témoin positif. * DPPH: 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyle. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
3.4. Analyses du poids corporel et du sérum
Le poids corporel des animaux diabétiques a été considérablement réduit et les animaux traités par A. Blazei ont encore perdu du poids (tableau 2). L’extrait d’A. Blazei a apparemment réduit la glycémie chez les rats diabétiques (), mais la courbe glycémique était similaire chez les animaux diabétiques et traités. Cependant, A. Blazei a considérablement réduit les taux de cholestérol total et de triglycérides (). Les groupes DM et DM + A. Blazei avaient des tailles d’échantillons différentes en raison de la mortalité plus élevée des animaux du groupe DM au cours de l’expérience.
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3.5. Analyse biochimique et Stress oxydatif
A. Blazei a réduit de manière significative () les niveaux de lipoperoxydation tels que déterminés par TBA-RS (Tableau 3). Cependant, l’activité des enzymes antioxydantes SOD et CAT n’a montré aucune différence entre les groupes. L’activité de l’enzyme GPx a été significativement augmentée dans le groupe diabétique et réduite dans le groupe traité par A. Blazei ().
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| Data appear as mean ± SD. CO: Control, DM: Diabetes Mellitus and DM + A. Blazei: Diabetes Mellitus+ Agaricus blazei. CO versus DM. DM versus DM + A. Blazei. |
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3.6. Analyse histologique
Le diabète sucré induit par la STZ a causé de graves lésions vasculaires du tissu pulmonaire (Figure 2(c)), où des modifications alvéolaires telles que la rupture des septa ont également été mises en évidence. La coloration au Picrosirius a révélé une expansion du tissu conjonctif dans l’espace alvéolocapillaire du groupe diabétique (Figure 2 (d)) et une inversion apparente de ce schéma dans le groupe traité par Ab (Figure 2 (f)).
(a)
(b)
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(d)
(e)
(f)
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(b)
(c)
(d)
(e)
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3.7. Analyse immunohistochimique de l’iNOS
La figure 3 montre la distribution de l’iNOS dans le tissu pulmonaire telle que détectée par immunohistochimie. La tache positive en brun observée dans l’épithélium bronchique pulmonaire et l’endothélium capillaire dans le groupe DM indique une positivité iNOS. La coloration iNOS était moins apparente dans le A. Blazei group and absent in the CO group.
(a)
(b)
(c)
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iNOS immunohistochemistry in lung tissue. Magnification 400: There was no staining in the control group (a); reduction in the treated group (b) versus DM (c).
4. Discussion
Les résultats de l’effet de piégeage des radicaux libres de l’extrait aqueux d’A. blazei dans le test in vitro hipoxantine/xanthine oxydase et dans le test de piégeage des radicaux libres DPPH ont montré une activité antioxydante in vitro significative. Dans les deux dosages, l’extrait a exprimé une activité antioxydante plus élevée, par rapport à l’extrait aqueux de L. edodes, qui est une autre espèce de champignon et qui ne présente que des saponines, mais pas d’alcaloïdes, ni de flavonoïdes ou de tanins. Il a été suggéré par Ribeiro et al. que l’activité antioxydante pourrait être liée à la présence d’alcaloïdes dans le champignon. En d’autres termes, des concentrations plus élevées d’alcaloïdes génèrent une meilleure activité antioxydante.
La principale conclusion de cette étude a été la réduction de la lipoperoxydation pulmonaire chez des rats atteints de diabète induit par la streptozotocine après un traitement par Agaricus blazei. Des études antérieures ont montré un effet réducteur de glycémie, qui diminue la résistance à l’insuline et améliore la libération de celle-ci par les cellules pancréatiques. Cependant, A. Le traitement par Blazei a montré ici un effet bénéfique sur les variables liées au stress oxydatif, bien qu’il ne réduise pas l’hyperglycémie.
Kim et coll. les effets antidiabétogènes des glucanes extraits d’A. Blazei et de ses oligosacharides hydrolysés par voie enzymatique ont été décrits, évaluant les effets in vitro et in vivo en culture de cellules pancréatiques et chez des animaux atteints de diabète induit par la streptozotocine. Après traitement avec des glucanes et des oligosacharides, les animaux ont présenté des réductions de glycémie, de triglycérides et de taux de cholestérol et d’activité athérosclérotique. Dans notre étude, le traitement a été effectué à l’aide d’un extrait brut d’A. Blazei, sans isoler aucun de ses composés, ce qui explique probablement l’absence d’action antiglycémique.
L’extrait d’A. Blazei a démontré une activité antioxydante in vitro et in vivo, mais le traitement a considérablement réduit le poids des animaux. Ce fait pourrait s’expliquer par des doses élevées d’extrait d’A. blazei utilisées dans cette expérience, différentes des doses utilisées dans d’autres études qui ne démontrent pas de réduction de poids. Cependant, dans une étude visant à évaluer la toxicité subchronique à 90 jours d’un extrait aqueux chez le rat, il n’y a pas eu de changements constants liés au traitement des signes cliniques, du poids corporel et de la consommation alimentaire à la dose de 2654 mg kg-1 pour le rat mâle, une dose plus élevée que celle utilisée dans notre étude. D’autres études étaient nécessaires pour évaluer l’effet toxique d’A. Blazei à ces doses, avec l’analyse de variables spécifiques.
La GPx a été significativement augmentée dans le groupe diabétique et a été significativement réduite après le traitement par A. Blazei. Cette augmentation de GPx peut expliquer la diminution des niveaux de glutathion réduit, car c’est le principal substrat régulant son activité. Gumieniczek et coll. démontré que dans le DM expérimental, le stress oxydatif pulmonaire est présent en raison de la réduction de l’activité enzymatique antioxydante et de l’augmentation de la lipoperoxydation. Ces changements sont plus importants après les semaines suivant l’induction. Pendant le DM, il y a une diminution de l’activité Cu, Zn-SOD et une augmentation de l’activité catalase. Dans notre étude, ni la SOD ni l’activité de la catalase n’ont été modifiées dans aucun des différents groupes. Une explication possible de nos résultats différents de ceux de Gumieniczek est que dans notre étude, l’analyse des enzymes antioxydantes a été effectuée plus tôt.
Dans notre modèle expérimental, de nombreuses altérations histologiques ont été observées dans le système pulmonaire. Ces altérations sont en accord avec celles rapportées dans la littérature, notamment en ce qui concerne l’augmentation du tissu conjonctif et l’épaississement de la lame basale observés par la technique de coloration au picrosirius. Après le traitement par A. Blazei, ces altérations sont devenues moins évidentes. La formation d’une liaison intra et intermoléculaire avec le collagène, résultant du processus de glycosilation, entraîne des altérations structurelles des protéines tissulaires telles que l’augmentation de la rigidité, la résistance à la digestion protéolytique et à la matrice extracellulaire (y compris la fibronectine, le procollagène α2, le collagène de type III, IV et VI et la laminine). Dans notre étude, le principal facteur de retour de ce processus après traitement par A. Blazei peut s’expliquer par la réduction des dommages résultant du stress oxydatif démontré par la réduction de la lipoperoxydation pulmonaire.
Un état hyperglycémique à long terme est lié à des altérations de l’expression de l’iNOS dans plusieurs tissus. Dans l’analyse immunohistochimique de notre étude, l’iNOS a été significativement augmentée dans le tissu pulmonaire des rats diabétiques et significativement diminuée lorsque les animaux ont été traités avec A. Blazei. Des études ont démontré que l’expression de l’ARNm de l’oxyde nitrique synthase endothélial (eNOS) est réduite, alors que l’iNOS peut être augmentée avec la génération de guanosine monophosphate cyclique (c-GMP).
Dans une étude récemment publiée, la lipoperoxydation, l’activité de la superoxyde dismutase et la distribution des isoformes iNOS et eNOS ont été évaluées dans le tissu pulmonaire de rats diabétiques. Une augmentation du stress oxydatif concomitante à l’augmentation des iNOS dans le tissu pulmonaire des rats diabétiques a été observée, ce qui a été inversé dans le groupe traité avec de l’acide α-lipoïque antioxydant. Ces résultats sont en accord avec ceux rapportés dans le présent travail, tels que l’augmentation observée du stress oxydatif, les altérations pulmonaires histologiques et l’effet d’une thérapie antioxydante dans ce modèle de DM.
La présente étude démontre l’effet bénéfique de l’extrait aqueux d’A. Blazei sur les variables de stress oxydatif et la morphopathologie pulmonaire dans le diabète induit par la streptozotocine. Ces résultats peuvent contribuer de manière significative à une meilleure compréhension de la physiopathologie pulmonaire dans le DM. Notre étude est également pertinente et en ce qui concerne le potentiel thérapeutique d’A. Blazei.
Reconnaissance
Ce travail a été soutenu par des subventions des Agences brésiliennes « Fundo de Incentvo à Pesquisa e Eventos (FIPE) do Hospital de Clínicas de Porto Alegre (HCPA)’ et « Laboratório de Hepatologia e Fisiologia Experimental da Universidade Federal do Rio Grande do Sul (HCPA/ UFRGS)”.
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