HUMAN AND ANIMAL HEALTH

Wild boars (Sus scrofa scrofa) seminiferous tubules morphometry

Deiler Sampaio CostaI, *; José Frederico Straggiotti SilvaII

ILaboratório dla Zdrowia Zwierzęcia; [email protected]
IILaboratório de Reprodução Animal; Universidade Estadual do Norte Fluminense; AV Alberto Lamego, 2000; 28013-600; Campos dos Goytacazes – RJ – Brasil

STRESZCZENIE

The aim of this data was to analyze morphology and function of the seminiferous tubule in adult wild boars. Wykorzystano jądra usunięte przez jednostronną kastrację pięciu zwierząt. Miąższ jądra składał się z 82,1±2,2% kanalików nasiennych i 17,9±2,2% tkanki międzykubularnej. Średnica kanalika wynosiła 249,2±33,0 µm, a długość kanalika nasiennego na gram jądra 19,3±4,9 m. współczynnik sprawności mitozy spermatogonialnej, indeks mejotyczny i sprawność spermatogenezy wynosiły odpowiednio 10,34, 2,71 i 30,5. Każda komórka Sertoliego obsługiwała około 13 komórek germinatywnych. The hystometric parameters: Il were very similar to those related for domestic boars, however, the wild boars intrinsic efficiency of spermatogenesis and Sertoli cells indexes were smaller than in domestic boars.

Key words: Seminiferous tubule, wild boar, Sus scrofa scrofa

podsumowuję

Objetivou-se com to pesquisa estudar as charakterystyka morfométricas e funcionais dwa kanaliki z javalis dorosłych. W jednostronnej orchidektomii stosuje się jądra pięciu animais. Miąższ jądra składa się z 82,1 ± 2,2% rur seminíferos i 17,9 ± 2,2% tkanki intertubular. Średnica rurek wynosiła 249,2 ± 33,0 µm, a długość kanalików seminíferos na gram jądra wynosiła 19,3 ± 4,9 m. współczynnik wydajności mitoses OECD, dochód meiótico i całkowity dochód spermatogenezy wynosiły odpowiednio 10,34, 2,71 i 30,50. Każda komórka Sértoli obsługiwane około 13 komórek zarodkowych. Stwierdzono, że parametry histométricos badanych w tym badaniu były bardzo podobne do wartości zgłaszanych dla świń domowych, jednak wydajność spermatogenezy wewnętrznej i wskaźniki komórek sértoli dzika były stosunkowo niskie w porównaniu do zwierząt.

INTRODUCTION

The spermatogenesis is an organized and complex process that takes place within the seminiferous tubules in sexually mature animals. This is divided in three distinct phases: proliferative, meiotic and differentiation phase. Chociaż ogólna organizacja spermatogenezy jest podobna u wszystkich ssaków, istnieją szczególne cechy wśród gatunków, takie jak proporcja objętościowa zajmowana przez składniki miąższu jąder, liczba pokoleń spermatogonii, populacja komórkowa w kanalikach nasiennych, dzienna produkcja plemników, szybkość komórek Sertoliego i ogólna wydajność spermatogenezy (França and Russell, 1998).

dzik (Sus scrofa scrofa) to nie domowa świnia, która pierwotnie rozprzestrzeniła się w Eurazji i dużej części kontynentu afrykańskiego. Stwierdzono również liczną populację tego gatunku na kontynentalnych wyspach Europy i Filipinach (Nowak, 1999). Dzik dzięki działaniu człowieka rozprzestrzenił się na inne kontynenty ze względu na walory odżywcze i smak mięsa. Jego dokładne miejsce wejścia do Ameryki Południowej nie jest dobrze znane. Wiadomo jednak, że gatunek ten dobrze przystosował się do warunków naturalnych Argentyny, tworząc dużą populację. Z tego początkowego siedliska dziki rozprzestrzeniły się aż do południa Chile, Brazylii, a także Urugwaju(Ciluzzo et al., 2001). Ta komercyjna produkcja świni w Brazylii została zainicjowana w latach 80-tych, kiedy rolnicy w stanie Rio Grande Do Sul kupowali zwierzęta z zoo i Argentyny, aby sprzedawać je na lokalnym rynku. Dzięki wielkiemu przyjęciu mięsa przez konsumentów, produkcja nasiliła się i rozprzestrzeniła w całym kraju (Gimenez, 2001). W ten sposób w latach dziewięćdziesiątych uruchomiono pierwsze fermy w stanie São Paulo ze zwierzętami ze stanu Rio Grande Do Sul. Obecnie Stany te są największymi producentami mięsa dzików w kraju, podczas gdy Stany Minas Gerais, Paraná, Espírito Santo, Mato Grosso i Mato Grosso Do Sul mają nadal niewielki udział w rynku konsumenckim.

dziki domowe mają 2N=38 chromosomów, niezależnie od ich pochodzenia i rasy, podczas gdy dziki europejskie mają 2N=36 chromosomów (Darre et al., 1992). Fakt, że dzik Europejski należy do tego samego gatunku, co dzik domowy, że te podgatunki krzyżują się w wyniku mieszańców o normalnej płodności dla gatunku (Ciluzzo et al., 2001; Gimenez, 2001) i że fenotyp Hybrydowy pozwala na pomyłki w identyfikacji zwierząt, podjęli niektórzy błędnie poinformowani lub pozbawieni skrupułów rolnicy do praktykowania tego krzyżowania jako sposobu na zwiększenie wskaźników zootechnicznych swoich zwierząt (Gimenez, 2001). Jednak, gdy ten rodzaj sprzęgania jest wykonywany, nawet z zamiarem wykorzystania świń domowych lepszych warunków wzrostu, tworzy zwierzęta z mięsem o specyficznych cechach organoleptycznych (Matsuoka et al., 1991).

chociaż potencjał handlowy dzików został w dużej mierze zbadany w ostatniej dekadzie, badania dotyczące jego biologii reprodukcyjnej są nadal rzadkie. Wiadomo jednak, że pierwszy poród u dzików następuje po 13 miesiącach, ze zmiennością od 2 do 9 ssań rocznie (średnio 4 świnie), a odstęp porodu wynosi około 7 miesięcy (Gimenez, 2001). W tym samym badaniu zaobserwowano, że dziki domowe mają większą wydajność reprodukcyjną niż dziki, co łatwo wyjaśnić krótkim czasem sztucznej selekcji, dzięki niedawnemu wszczepieniu tych hodowli zwierząt. W Argentynie wiadomo, że sezon rozrodczy dzików rozpoczyna się w kwietniu-maju, a kończy w październiku(Ciluzzo et al., 2001). W brazylijskich gospodarstwach nie zaobserwowano sezonowego wpływu na rozmnażanie tego gatunku.

praca ta miała na celu zbadanie cech morfometrycznych i funkcjonalnych kanalików nasiennych dzików, ponieważ informacje o fizjologii rozrodczości samców tego gatunku były nadal rzadkie.

materiał i metody

w pracy wykorzystano pięć dorosłych dzików europejskich (w wieku 12,6±0,9 miesiąca), pochodzących ze specjalistycznego gospodarstwa „Yacan do Alto Agronegócios Ltda”. Zwierzęta ważono, uspokajano 1.0ML / 20kg azaperonu i po antyseptyce skóry krocza i moszny, poddano infiltracji znieczulającej w linii cięcia chirurgicznego w celu jednostronnego wykonania kastracji jako rutynową technikę. Wkrótce po operacji jądro oddzielono od odpowiedniego najądrza, zważono i tętnicę jądrową kanalizowano do perfuzji roztworem soli fizjologicznej 0,9%, z 5000 heparyną UI na litr roztworu przez pięć minut w temperaturze pokojowej. Zaraz po tym jądra ponownie perfuzowano 4% roztworem utrwalającym aldehyd glutarowy w buforze fosforanowym 0,05 M, pH 7,2 przez 20 minut. Próbki miąższu jąder o grubości od 1,0 do 3,0 mm Pobrano z kończyny głównej narządu, średniej trzeciej i kończyny ogonowej. Kolekcja zawsze powstawała w pobliżu tuniki albuginea. Fragmenty te poddano ponownej obróbce przez zanurzenie w Nowym 4% roztworze aldehydu glutarowego w buforze fosforanowym przez co najmniej jedną godzinę, a następnie przechowywano w temperaturze 4ºC do czasu ich histologicznego przetworzenia.

próbki odwodniono alkoholem (70, 80, 90, 95 i 100%) w zmianach co 30 minut. Następnie fragmenty były infiltrowane roztworem metakrylanu glikolu i (Leica Historesin Embedding Kit – Leica Instruments) przez dwie godziny, a następnie zostały przeniesione do roztworu metakrylanu glikolu II, gdzie wynosiły 12. Następnie fragmenty jąder zostały włączone do tej samej żywicy z dodatkiem katalizatora, zgodnie z zaleceniem wytwórcy. Fragmenty przechowywano w butelce zawierającej żel krzemionkowy, aż do całkowitego wyschnięcia. Cztery cięcia grubości mikrometrów wykonano przy użyciu maszynki do golenia szkła w mikrotomie. Sekcje barwiono 1% boranem toluidyny niebiesko-sodowym, jako rutynową technikę.

sekcje histologiczne sfotografowano w mikroskopie Nikon E-600 wyposażonym w aparat cyfrowy i przeanalizowano za pomocą oprogramowania ImageJ 1.33 s (Wayne Rasband – National Institute of Health, USA). Średnicę kanalików nasiennych uzyskano ze średnicy 20 przekrojów poprzecznych w każdym pomiarze jądra, niezależnie od etapu cyklu. W tym samym odcinku, w którym uzyskano średnicę rurkowatą, mierzono również wysokość nabłonka nasiennego, biorąc pod uwagę błonę podstawną do granicy światła. Z każdego przekroju poprzecznego uzyskano dwie noty, uznając za pomiar reprezentatywny średnią z obu. Objętość składników miąższu jądra oszacowano za pomocą siatki 400 punktów. U każdego zwierzęcia losowo przebadano 15 pól. Zbadano kanaliki nasienne i tkankę międzykubulową.

populację komórek kanalików nasiennych oszacowano na podstawie liczenia linii spermatogennych jąder różnych typów komórek, jako jądro komórek Sertoli w stadium 1 cyklu nabłonka nasiennego, charakteryzowanego zgodnie z systemem morfologii kanalików (Berndtson i Desjardins, 1974). Każdy typ komórek (komórki Sertoliego, spermatogonia, spermatocyty i spermatatydy)był liczony w co najmniej 10 przekrojach poprzecznych kanalików w etapie 1 cyklu. Liczenie zostało skorygowane o średnią średnicę jądrową i grubość cięcia przy użyciu wzoru Abercrombie (1946), zmodyfikowanego przez Amanna (1962). Ponieważ komórka Sertoliego prezentowała nieregularne jądro, korekcja tej ilości została dokonana na podstawie średniej średnicy jądra.

wydajność wewnętrzną spermatogenezy określono na podstawie proporcji występujących wśród skorygowanych numerów komórek. Obliczono następujące proporcje: współczynnik efektywności mitoz spermatogonialnych (proporcja między liczbą pierwotnych spermatocytów w pre-leptotenie/leptotenie a liczbą spermatogonii A); wskaźnik mejotyczny (proporcja między liczbą zaokrąglonych spermatocytów a liczbą pierwotnych spermatocytów pachytenowych); ogólna wydajność spermatogenezy (proporcja między zaokrąglonymi spermatocytami a liczbą spermatogonii typu A); oraz straty komórkowe występujące podczas profazy mejotycznej (proporcja między liczbą pierwotnych spermatocytów w pre-leptotenie/leptotenie a liczbą leptotenu i liczby pierwotnych spermatocytów pachytenu).

komórki Sertoli wspierają zdolność w stosunku do różnych typów komórek nabłonka nasiennego, oceniano na podstawie następujących proporcji komórkowych: komórki spermatogonii a / Sertoli; pierwotne spermatocyty (I) w komórkach przed leptotenem-leptotenem / sertolim; spermatocyty I w komórkach pachytenu / Sertolim; zaokrąglone komórki spermatydów / sertolim; i całkowite komórki kiełkujące / komórki Sertolim. Wszystkie proporcje zostały obliczone na podstawie liczby komórek etapu 1 cyklu.

wszystkie dane analizowano za pomocą programu „Excel dla Windows”, a uzyskane wyniki wyrażono jako średnie ± odchylenie standardowe według Sampaio (1998).

wyniki i dyskusja

masa ciała zwierząt (Tabela 1) była o około 38% mniejsza od wartości związanej przez Almeidę (2002), która pracowała również z dzikami w systemach porodu. Różnice te wynikały prawdopodobnie z różnic w gospodarowaniu żywieniem między gospodarstwami a wiekiem w obu przypadkach. Dziki były znacznie lżejsze w porównaniu do świń wyspecjalizowanych ras w podobnym wieku. Jednak, gdy nie wyspecjalizowanych ras były używane, jak afrykańskie świnie, ważące około 34kg (Okwun et al., 1996), a wietnamskie świnie ze średnią 42 kg (Evans i Ko, 1990) zauważyły, że różnice nie były aż tak rozbieżne. Masa jąder u zwierząt z niniejszej Pracy (Tabela 1) była około trzykrotnie mniejsza niż u spokrewnionych z Almeidą (2002). Część tej różnicy zdawała się być tłumaczona różnicą masy ciała pomiędzy grupami zwierząt. Z drugiej strony, często obserwuje się różnice do 50% masy jąder u osobników tego samego gatunku w podobnym wieku(Berndtson et al., 1987).

percentyl jądra zajmowany przez Tunica albuginea i śródpiersie wynosił około 9,5% (Tabela 1). Odejmując ten percentyl od masy jąder, uzyskano około 18,5 g, co odpowiadało masie miąższu jąder. Masa jądra była bezpośrednio przekształcana w objętość, ponieważ gęstość tego narządu wynosiła około 1,04 (Costa i wsp ., 2004). Średnia wartość miąższu jąder u zwierząt wynosiła 18,4 ± 3,7 ml (Tabela 1).

gęstość objętościowa składników miąższu jądra była bardzo zróżnicowana wśród gatunków, ale ogólnie rzecz biorąc, percentyl zajmowany przez kanaliki nasienne wynosił około 60 do 90% (Setchell, 1982) dla większości ssaków. Wartości Znalezione w tych danych 82,1±2,2% (Tabela 1) były bardzo podobne do tych zgłoszonych przez Almeida (2002) i były podobne do zgłoszonych dla Knurów domowych (Okwun et al., 1996, França and Russell, 1998).

średnie wartości średnicy rurki i wysokość nabłonka nasiennego przedstawiono w tabeli 1. Liniowy współczynnik retrakcji kanalików nasiennych w wyniku histologicznej obróbki żywicą plastyczną oszacowano na 5% (Amann, 1981). Wartość średnicy rurki była uważana za typową dla większości owodniowców (180-300 µm) (Roosen-Runge, 1977). Wyniki uzyskane w tym eksperymencie zostały wprowadzone w tej średniej (249,2±33,0 µm) i były bardzo zbliżone do tych związanych z dojrzałymi płciowo knurami (Godinho and Cardoso, 1979, França, 1991). Zwykle średnica rurki jest używana jako wskaźnik aktywności spermatogennej podczas badania funkcji jąder. Zwierzęta niesezonowe o średniej średnicy rurkowatej nie ulegają znaczącym zmianom po dojrzałości płciowej (França and Russell, 1998). Wzrost wielkości jądra po tym okresie wynika ze wzrostu długości kanalika, a nie jego średnicy (Attal and Courot, 1963).

wysokość nabłonka nasiennego stwierdzona u dzików w tym eksperymencie (67.5µm) wstawiono w odstępie dotyczącym zwierząt domowych, 60 do 100µm (França i Russell, 1998) i był bardzo podobny do zgłoszonego dla Knurów (Okwun et al., 1996). Nie różniło się to między cyklem nabłonka nasiennego na różnych etapach, pomimo różnych skojarzeń komórkowych w każdym z nich(Wrobel et al., 1995).

całkowita długość kanalików nasiennych jest parametrem zależnym od masy jądra i objętości kanalików nasiennych. Tak więc zwierzęta o większej masie jąder i szybkości objętościowej podobnych kanalików nasiennych mają oczywistą przewagę nad zwierzętami o mniejszej masie jąder. Dlatego porównania między zwierzętami o różnej masie jąder nie mają sensu. Dlatego też, podczas przekształcania całkowitej długości kanalików nasiennych w Długość kanalików nasiennych na gram jądra, porównania te stają się możliwe. Ogólnie rzecz biorąc, większość ssaków przedstawia około 10 do 20 m kanalików nasiennych na gram jądra (França and Russell, 1998). Tak więc dzik, mający prawie 20 metrów, należy do gatunków o największych wartościach dla tego parametru.

populację komórek kanalików nasiennych dzików przedstawiono w tabeli 2. Ilości komórkowe zostały skorygowane, ponieważ istniała duża zmienność wyników, gdy liczby brutto były używane do porównań między różnymi gatunkami, a nawet między osobnikami tego samego gatunku (Cardoso, 1981). Taka zmienność wynikała głównie z różnic w zastosowanej metodologii, które mogły powodować niewykonalne porównania między różnymi autorami. Jednak nawet skorygowane, uzyskane wyniki powinny być traktowane jedynie jako tendencja orientacyjna (França, 1991), ponieważ inne czynniki, takie jak różne próbki, wiek, rasa i dobór genetyczny, mogą również zakłócać liczenie wyniku końcowego. Chociaż liczba spermatogonii a była podobna do liczby odnotowanej dla Knurów Piau (França, 1991), pozostałe komórki kiełkujące i populacja komórek Sertoliego były niezmiennie mniejsze niż wartości występujące u większości ras Knurów domowych (Godinho i Cardoso, 1979, Wettermann i Desjardins, 1979, França, 1991).

najczęściej stosowaną formą do oszacowania wydajności procesu spermatogennego u ssaków są proporcje liczbowe pomiędzy typami komórkowymi dla przekroju poprzecznego w etapie 1 cyklu. W ten sposób możliwe jest przeprowadzenie badań porównawczych wśród osobników tego samego gatunku i wśród różnych gatunków, oprócz umożliwienia lokalizacji faz, w których dochodzi do strat komórkowych i określenia ich ilościowo w percentylu (Russell et al., 1990).

w tym celu powszechnie stosuje się cztery stawki: współczynnik efektywności mitoz spermatogonialnych, indeks mejotyczny, wydajność spermatogenezy i straty komórkowe występujące podczas profazy mejotycznej. Wyniki uzyskane na zwierzętach niniejszego badania przedstawiono w tabeli 3.

współczynnik efektywności mitoz spermatogonialnych wskazuje, że w etapie 1 każda spermatogonia A1 była odpowiedzialna za powstanie 10,34 spermatocytów I w pre-leptotenie / leptotenie i była bezpośrednio związana z liczbą pokoleń badanych gatunków spermatogonii. Analizując dane zweryfikowane przez França i Russella (1998), zauważono, że większość badanych zwierząt posiadała sześć zróżnicowanych pokoleń spermatogonii (A1-4, In I B lub A1-3, In, B1-2), w tym przypadku teoretycznie jedna spermatogonia A1 utworzyłaby 64 spermatocyty I w pre-leptotenie/leptotenie, jeśli nie nastąpiłyby straty komórkowe w tej fazie. Gatunki takie jak konie i króliki mają pięć zróżnicowanych pokoleń spermatogonii (odpowiednio A1-3, B1-2 i A1-2, In1-2, B). Dlatego z jednej spermatogonii A1 powstały 32 spermatocyty I w pre-leptotenie/leptotenie.

biorąc pod uwagę, że liczba spermatocytów I teoretycznie oczekiwana w pre-leptotenie/leptotenie u dzików wynosiła 64 komórki, rozważano przybliżoną utratę 84% podczas podziału spermatogonialnego tego gatunku. Około 60 do 80% strat komórkowych, w stosunku do liczby spermatocytów i teoretycznie oczekiwanej w pre-leptotene / leptotene, stwierdzono u zwierząt większości artykułów recenzowanych przez França i Russella (1998).

wychodząc z indeksu mejotycznego można było zweryfikować, że jedna spermatocyt I w pachytenie wygenerowała 2.71 zaokrąglonych spermatydów, co stanowi stratę o 32,5% w porównaniu z przewidywaną proporcją teoretyczną (1:4), Jeśli sprawność spermatogenezy wynosiła 100%. Podobny wynik stwierdzono u dorosłych Knurów (França, 1991), a także u kilku gatunków zwierząt domowych (França i Russell, 1998). Populacja spermatocytów I podczas mejotycznej profazy u zwierząt w tym eksperymencie pozostała stała w stosunku do większości ssaków (Berndtson i Desjardins, 1974, Godinho i Cardoso, 1979, Billaspuri i Guraya, 1986).

wydajność spermatogenezy dzików wynosiła około 12%, tj. jedna spermatogonia A wytwarzała tylko 30,5 zaokrąglonych spermatoidów. Biorąc pod uwagę, że wydajność tego procesu wynosiła 100%, wyprodukowano 256 zaokrąglonych plemników. Według França (1991) dziki domowe wykazywały większą sprawność spermatogenezy (26,6%, niż dziki, 12%). Kilku autorów zgłosiło degeneracje i straty komórek podczas fazy proliferacji spermatogonialnej oraz podziały mejotyczne w procesie spermatogenezy u zwierząt bez żadnych zmian rozrodczych (Berndtson i Desjardins, 1974, Billaspuri i Guraya, 1984, Roosen-Runge, 1973). Apoptoza odgrywa zasadniczą rolę podczas normalnego rozwoju oraz w homeostazie organizmów wielokomórkowych (Jacobson et al., 1997). W nabłonku nasiennym apoptoza Zwykle zachodzi samoistnie lub w odpowiedzi na kilka czynników, takich jak chemioterapia, wysoka temperatura, zaburzenia hormonalne i spadek czynników wzrostu (Blanco-Rodríguez and Martínez-Garcia, 1998).

równowaga między proliferacją a apoptozą odgrywa bardzo ważną rolę w regulacji liczby komórek spermatogennych w nabłonku nasiennym. Szczególnie w fazie spermatogonialnej mechanizm regulacji homeostatycznej apoptozy jest uważany za zależny od gęstości, ograniczając ilość komórek kiełkujących, które wchodzą w fazę mejotyczną do liczby, która może być wspierana przez dostępne komórki Sertoliego (Huckins, 1978, Sharpe, 1994). Indeksy komórek Sertoliego są wskaźnikowymi parametrami zdolności tych komórek do podtrzymywania komórek kiełkujących w nabłonku nasiennym, tzn. odzwierciedlają sprawność funkcjonalną komórek Sertoliego w gatunku (França and Russell, 1998). Dlatego też gatunki, u których komórki Sertoli obsługują większą ilość komórek kiełkujących, mają tendencję do większej dziennej produkcji plemników, w porównaniu z tymi, które mają mniejsze wartości dla tego parametru.

w tej pracy znaleziono 7,27 zaokrąglonych plemników dla każdej komórki Sertoliego (Tabela 3). Wartość ta była o około 40% mniejsza od wartości stwierdzonej dla Knurów (12,4-1991). Różnica ta utrzymywała się dla pozostałych indeksów, z wyjątkiem liczby spermatogonii, która była wspierana przez komórki Sertoliego, która była podobna do wartości znalezionej przez França (1991). Wynik wydawał się być odruchem procesu selekcji, do którego poddano dziki domowe, który prawdopodobnie zakończył się bardziej wydajnymi komórkami Sertoliego.

stwierdzono, że parametry histometryczne badane w tej pracy były bardzo podobne do wartości podawanych dla Knurów domowych, jednak wewnętrzna wydajność spermatogenezy i indeksy komórek Sertoli dzików były stosunkowo niskie w porównaniu z tymi zwierzętami i innymi już badanymi ssakami.

Abercrombie, M. (1946), Estimation of nuclear populations from microtome sections. Anat. Rec., 94, 238-248.

Almeida, F. F. L. (2002), Estrutura e função testiculares em javalis (Sus scrofa scrofa) sexualmente maduros. MS Thesis, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, Brazylia.

Amann, R. P. (1962), Reproductive capacity of dairy bulls. IV. spermatogeneza i degeneracja komórek zarodkowych jąder. Am. J. Anat., 110, 69-78.

Amann, R. P. (1981), a critical review of methods for evaluation of spermatogenesis from seminal characteristics. J. Androl., 2, 37-58.

Attal J. i Courot M. (1963), rozwój jąder i ustanowienie spermatogenezy w Byku. Anne Biol. Anim. Bioh. Biofizyk., 3, 219-241.

Berndtson, Ve i Desjardin, C. (1974), cykl nabłonka nasiennego i spermatogeneza w jądrze bydła. Am. J. Anat., 140, 167-180.

Berndtson, ve; Igboeli, G. I Pickett, BV (1987), związek bezwzględnej liczby komórek Sertoli z rozmiarem jąder i spermatogenezą u młodych Wołów wołowych. J. anim. Sci., 64, 241-246.

bilaspuri, G. S. I guraya, s. S. (1986), the seminiferous epithelial cycle and spermatogenesis in Ovis aries. Theriogenol., 25, 485-505.

Bilaspuri, G. S. and Guraya, S. S. (1984), The seminiferous epithelial cycle and spermatogenesis in goats (Capra hircus). J. Agric. Sci., 103, 359-368.

Blanco-Rodriguez, J., and Martinez-Garcia, C. (1998). Apoptosis pattern elicited by several apoptogenic agents on the seminiferous epithelum of the adult rat. J. Androl., 19, 487-497.

Cardoso, F. M. (1981), Morfologia, Kinetyka i ilościowych wskaźników spermatogenezy w zebus (Bos indicus). Praca dyplomowa, Uniwersytet Federalny Minas Gerais, Belo Horizonte, Brazylia.

Siluzzo, Jn; Vieites, K. M.; Basso, K. P. i in. (2001), Jabalies cruza en Argentina: crescimiento, conversion alimentícia y reses. In. Vet., 3, 49-53.

Costa, D. S.; Henry, M. i Paula, T. A. R. (2004), Espermatogen de katetos (tajasu Tajaku). Bras, Lek. Med. Weterynarz. Zootec., 56, 46-51.

Darre, R.; Berland, M.; Gaustat, A. (1992), status chromosomalny populacji dzików i zwierząt we Francji. Rev. Med. Vet., 143, 225-232.

Evans, L. E. & Co., j.w. S. H. (1990), Electroejaculation and artificial insemination in vietnamese potbellied miniature pigs. J. Am. Vet. Med. Assoc., 197, 1366-1367.

Francja, L. R. (1991), analiza morfofuncional spermatogenezy dorosłych świń rasy piau. PhD Thesis, Federalny Uniwersytet Minas Gerais, Belo Horizonte, Brazylia.

Francja, L. R. and Russell, L. D. (1998), the jąder of domestic animals. In: Regadera, J. and Martinez-Garcia, F. (Eds.). Male reproduction. A multidisciplinary overview. Madrid: Churchill Livingstone. S. 197-219.

Gimenez, D. L. (2001), Analiza chromosomalnego dzika w europejskiej jego scrofa I in Z świni domowej Sus scrofa domesticus porównanie cech jakościowych odlewu i mięsa. MS Thesis, Universidade Estadual Paulista Julio de Mesquita syn, Botucatu, Brazylia.

Godinho, H. P. and Cardoso, F. M. (1979), rozwój seksualny świń Yorkshire. II. Tworzenie i rozwój spermatogenezy. Arq. Esc. Vet. UFMG, 31, 351-361

Huckins, C. (1978), the B. evolution and kinetics of spermatogonial atrofia in normal adult rats: analiza z wykorzystaniem uproszczonej klasyfikacji nabłonka zarodkowego. Anat. Rec., 190, 905-26.

Jacobson, M. D.; Weil, M. and Raff, M. C. (1997), Programmed cell death in animal development. Cell., 88, 347-354.

Matsuoka, A.; Yamano, J.; Furokawa, N. et al. (1991), Studies on meat quality of pigs crossed with wild boars. Jap. J. S. Sci., 28, 203-212.

Nowak, R. M. (1999), Walker ’ s mammals of the world. 6. ed. London: Johns Hopkins University Press. v. 2. 1053-1062

Okwun, O. E.; Igboeli, G.; Ford, J. J. et al. (1996), Number and function of Sertoli cells, number and plon of spermatogonia, and daily sperm production in three breeds of boar. J. Reprod. Fertil., 107, 137-149.

Roosen-Runge, E. C. (1973), Germinal-cell loss in normal metazoan spermatogenesis. J. Reprod. Fertil., 35, 339-348.

Roosen-Runge, E. C. (1977), The process of spermatogenesis in animals. Cambridge: University Press.

Russell, L. D.; Ettlin, R. A.; Sinha-Hikim, A. P. et al. (1990) Histological and histopatological evaluation of the testis. Clearwater, Florida: Cache River Press.

(1998), Estatística aplicada à experimentação animal. Belo Horizonte: FEPMVZ, UFMG.

Setchell, B. P. (1982), Spermatogenesis and spermatozoa. W: Austin, C. R. and Short ,R. V. (Eds.). Rozmnażanie u ssaków. Londyn: Elek. 63-101

Sharpe, R. M. (1994), Regulation of spermatogenesis. W: Knobil, E. and Neil, J. D. (Eds .). Phisiology of reproduction. 2.ed. New York: Raven Press. 1363-1434

Wettermann, R. P. and Desjardins, C. (1979), Testicular function in knars exposed to podwyższona temperatura otoczenia. Biol. Reprod., 20, 235-241.

Wrobel K. H.; Reichold, J. and Schimmel, M. (1995), Quantitative morphology of the sheep seminyous epithelium. Anat. Anz., 177, 19-32.